Elaboración y evaluación de un antisuero para la detección inmunohistoquímica del virus de la rabia en tejido cerebral fijado en aldehídos
Resumen
Introducción. El procedimiento estándar para el diagnóstico de la rabia requiere de muestras frescas del cerebro infectado, que se estudian mediante las técnicas de inmunofluorescencia directa y la inoculación en ratones. No obstante, a veces se necesita estudiar cerebros infectados con rabia mediante inmunohistoquímica de material fijado en aldehídos, pero los anticuerpos comerciales que se requieren son escasos y costosos.
Objetivos. Elaborar un antisuero antirrábico y probar su efectividad para reconocer antígenos de rabia en tejido cerebral preservado en aldehídos.
Materiales y métodos. Se inocularon conejos con una vacuna antirrábica producida en células Vero. Se obtuvo un antisuero que fue probado mediante inmunohistoquímica en cortes de cerebro de ratones infectados con rabia, obtenidos en diferentes condiciones experimentales y fijados en aldehídos. Además, se ensayó su utilidad en material de colección histopatológica de casos de rabia humana.
Resultados. Se demostró la especificidad del antisuero obtenido para la detección inmunohistoquímica de antígenos de la rabia en tejido nervioso fijado con aldehídos y procedente de material experimental y del archivo histopatológico. Además, el antisuero resultó ser útil para la detección del virus rábico en condiciones que se consideran desfavorables para la preservación de antígenos.
Conclusiones. La inoculación de vacuna antirrábica en conejos es un procedimiento fácil y seguro para la obtención de antisuero útil para la detección de antígenos de la rabia en muestras de tejido nervioso. Los cortes obtenidos con vibrátomo preservan mejor la antigenicidad en comparación con los tejidos incluidos en parafina, y permiten acortar el tiempo para hacer el diagnóstico inmunohistoquímico de la rabia.
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Citas
2. Páez A, Rey G, Dulce A, Parra E, Díaz-Granados H. Brote de rabia humana transmitida por caninos en el distrito de Santa Marta, Colombia, 2006-2008. Biomédica. 2009;29:424-36.
3. Valderrama J, García I, Figueroa G, Rico E, Sanabria J, Rocha N, et al. Brotes de rabia humana transmitida por vampiros en los municipios de Bajo y Alto Baudó, departamento del Chocó, Colombia 2004-2005. Biomédica. 2006;26:387-96.
4. Kristensson K, Dastur DK, Manghani DK, Tsiang H, Bentivoglio M. Rabies: interactions between neurons and viruses. A review of Negri inclusion bodies. Neuropathol Appl Neurobiol. 1996;22:179-87.
5. Fu ZF, Jackson AC. Neuronal dysfunction and death in rabies virus infection. J Neurovirol. 2005;11:101-6.
6. Torres-Fernández O, Yepes GE, Gómez JE, Pimienta H. Efecto de la infección por el virus de la rabia sobre la expresión de parvoalbúmina, calbindina y calretinina en la corteza cerebral de ratones. Biomédica. 2004;24:63-78.
7. Torres-Fernández O, Yepes GE, Gómez JE, Pimienta H. Calbindin distribution in cortical and subcortical brain structures of normal and rabies infected mice. Int J Neurosci. 2005;115:1375-82.
8. Rengifo AC, Torres-Fernández O. Disminución del número de neuronas que expresan GABA en la corteza cerebral de ratones infectados por rabia. Biomédica. 2007;27:548-58.
9. Torres-Fernández O, Yepes GE, Gómez JE. Alteraciones de la morfología dendrítica neuronal en la corteza cerebral de ratones infectados con rabia: un estudio con la técnica de Golgi. Biomédica. 2007;27:605-13.
10. Lamprea N, Torres-Fernández O. Evaluación inmuno-histoquímica de la expresión de calbindina en el cerebro de ratones en diferentes tiempos después de la inoculación con el virus de la rabia. Colom Med. 2008;39(Suppl.3):7-13.
11. Trimarchi CV. Diagnostic evaluation. In: Jackson AC, Wunner WH, editores. Rabies. San Diego: Academic Press; 2002. p. 307-49.
12. Iwasaki Y, Tobita M. Pathology. In: Jackson AC, Wunner WH, editores. Rabies. San Diego: Academic Press; 2002. p. 283-306.
13. Sarmiento L, Rodríguez G, De Serna C, Boshell J, Orozco L. Detection of rabies virus antigens in tissue: immunoenzymatic method. Patología. 1999;37:7-10.
14. Rodríguez G. Microscopía electrónica de la infección viral. Bogotá: Instituto Nacional de Salud; 1983. p. 119-39.
15. Rodríguez G, Sarmiento L. Rabia: el cuerpo de Negri. Biomédica. 1999;19:196-7.
16. Özkan Ö, Aylan O, Ates C, Celebi B. Production of anti-rabies immune sera. Etlik Veteriner Mikrobiyoloji Dergisi. 2004;15:49-54.
17. Redwan el-RM, Fahmy A, El Hanafy A, Abd El-Baky N, Sallam SM. Ovine anti-rabies antibody production and evaluation. Comp Immunol Microbiol Infect Dis. 2009;32:9-19.
18. Reblet C. Uso de las técnicas inmunocitoquímicas en neurobiología. En: Delgado JM, Ferrús A, Mora F, Rubia F, editores. Manual de neurociencia. Madrid: Editorial Síntesis; 1998. p. 387-8.
19. Hockfield S, Carlson S, Evans C, Levitt P, Pintar J, Silberstein L. Selected methods for antibody and nucleic acid probes. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press; 1993. p. 111-226.
20. Castellanos JE, Guayacán OL, Castañeda DR, Hurtado H. Uso de una técnica de inmunoperoxidasa para la detección de virus de rabia en cortes gruesos de cerebro. Biomédica. 1998;18:141-6.
21. Ribeiro-Da-Silva A, Priestley J, Cuello C. Pre-embedding ultrastructural immunocytochemistry. En: Cuello E, editor. Immunohistochemistry II. Chichester: John Wiley & Sons; 1993. p. 181-227.
