Resistencia metabólica a insecticidas organofosforados en Anopheles aquasalis Curry 1932, municipio Libertador, estado Sucre, Venezuela
Palabras clave:
Anopheles, insecticidas organofosforados, acetilcolinesterasa, esterasas, oxidorreductasa, resistencia a los insecticidas.
Resumen
Introducción. Se realizó un estudio centrado en las localidades de Catuaro, Guayana, Platanito y Río de Agua, del municipio Libertador, estado Sucre, Venezuela, región con transmisión de malaria, donde el vector principal es Anopheles aquasalis.Objetivo. Evaluar la expresión de resistencia a los insecticidas organofosforados fenitrotión y metilpirimifos, usados para el control de An. aquasalis.
Materiales y métodos. En mosquitos adultos de las localidades mencionadas, se realizaron pruebas biológicas y se identificaron los mecanismos de resistencia in vitro por medio de pruebas bioquímicas.
Resultados. Se detectó elevación de las esterasas alfa y beta, y alteración de la acetilcolinesterasa. Las enzimas oxidasas de función múltiple en las poblaciones de An. aquasalis de tres de las localidades evaluadas, también resultaron alteradas, por lo que ambos sistemas enzimáticos pudieran estar interviniendo en la expresión de resistencia a insecticidas organofosforados en las poblaciones de estudio. Por otro lado, la actividad enzimática de la glutatión-S-transferasa sólo está operando en Río de Agua.
Conclusión. Los datos obtenidos aportan información para un mejor conocimiento de la resistencia a insecticidas en esta especie de importancia médica, con el fin de implementar la rotación de insecticidas como estrategia dentro de un programa de manejo integrado.
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Referencias bibliográficas
1. Centers for Disease Control and prevention. Paludismo (malaria). 2007. Fecha de consulta: 5 de octubre de 2008. Disponible en:http://www2a.cdc.gov/podcasts/player.asp?f=7849
2. Insecticide Resistance Action Committee. Prevention and management in vectors and pests of public health importance. 2006. Fecha de consulta: 6 de octubre 6 de 2008. Disponible en: http://www.irac-online.org/documents/vectormanual.pdf
3. Brogdon W, McAllister J. Insecticide resistance and vector control. Synopses. 1998;4:605-13.
4. Hemingway J, Ranson H. Insecticide resistance in insects vectors of human disease. Annu Rev Entomol. 2000;45:371-91.
5. Zayed A, Szumlas D, Hanafi H, Fryauff D, Mostafa A, Allam K, et al. Use of bioassay and microplate assay to detect and measure insecticide resistance in field populations of Culex pipiens from filariasis endemic areas of Egypt. J Am Mosq Control Assoc. 2006;22:473-82.
6. Braga I, Valle D. Aedes aegypti: insecticidas, mecanismos de ação e resistência. Epidemiol Serv Saúde. 2007;16:279-93.
7. Molina de Fernández D, Saume F, Bisset J, Hidalgo O, Anaya W, González J, et al. Establecimiento de la línea de susceptibilidad de la fase adulta de Anopheles Spp. a insecticidas químicos. Bol Malariol Salud Ambient. 1997;37: 55-69.
8. Berti J, Ramírez X, González J, Herrera M. Evaluación de la efectividad de Bacillus sphaericus contra larvas de Anopheles aquasalis Curry (Diptera: Culicidae) en criaderos naturales del estado Sucre, Venezuela. Entomotropica. 2002;17:1-5.
9. Ministerio del Poder Popular para la Salud. Informe técnico para el año 2008 de la Dirección de Endemias Rurales, Carúpano, estado Sucre, Venezuela. Carúpano: Ministerio del Poder Popular para la Salud; 2008.
10. Berti J, Zimmerman R, Amarista J. Adult abundance, biting behavior and parity of Anopheles aquasalis Curry 1932 in two malarious areas of Sucre State, Venezuela. Mem Inst Oswaldo Cruz. 1993;88:363-9.
11. Berti J, Gutiérrez A, Zimmerman R. Relaciones entre tipos de hábitat, algunas variables químicas y la presencia de larvas de Anopheles aquasalis Curry y Anopheles pseudopunctipennis Theobald en un área costera del estado Sucre, Venezuela. Entomotropica. 2004;19:79-84.
12. Brogdon W, McAllister J. Simplification of adult mosquito bioassays through use of time mortality determinations in glass bottles. J Am Mosq Control Assoc. 1998;14:159-64.
13. Figueroa LE, Marín M, Pérez E, Molina de Fernández D. Mecanismos de resistencia a insecticidas organosintéticos en una población de Anopheles aquasalis Curry (Diptera: Culicidae) del estado Aragua. Bol Malariol Salud Ambient. 2006;46:39-47.
14. Brogdon W, Beach R, Stewart J, Castanaza L. Microplate assay analysis of the distribution of organophosphate and carbamate resistance in Guatemalan Anopheles albimanus. Bull World Health Organ. 1988;66:339-46.
15. Brogdon W, Barber M. Microplate assay of Glutathione-s-transferase activity for resistance detection in single-mosquito triturates. Comp Biochem Physiol. 1990;96:339-42.
16. Brogdon W, McAllister J, Valule J. Hemeperoxidase activity measured in single mosquitoes identifies individuals expressing an elevated oxidase for insecticide resistance. J Am Mosq Control Assoc. 1997;13:233-7.
17. Hemingway J. Techniques to detect insecticide resistance mechanisms (field and laboratory manual). Geneva: World Health Organization; 1998.
18. Flores A, Salomón J, Fernández I, Ponce G, Loaiza M, Lozano S, et al. Mechanisms of insecticide resistance in field populations of Aedes aegypti (L) from Quintana Roo, Southern Mexico. J Am Mosq Control Assoc. 2006;22:672-7.
19. Montella I, Martins A, Viana-Medeiros P, Pereira J, Braga I, Valle D. Insecticide resistance mechanisms of brazilian Aedes aegyptipopulations from 2001 to 2004. Am J Trop Med Hyg. 2007;77:467-77.
20. Rodríguez M, Bisset J, Molina D, Díaz C, Soca A. Adaptación de los métodos en placas de microtitulación para la cuantificación de la actividad de esterasas y glutatión-s-transferasa en Aedes aegypti. Rev Cubana Med Trop. 2001;53:32-6.
21. Molina de Fernández D, Figueroa LE, Pérez E. Resistencia múltiple a insecticidas en Anopheles marajoara Galvao & Damasceno, 1942 en zonas agrícolas. Salud & Desarrollo Social. 2007;3:19-29.
22. Chareonviriyaphap T, Rongnoparut P, Chantarumporn P, Bangs M. Biochemical detection of pyrethroid resistance mechanisms in Anopheles minimus in Thailand. J Vector Ecol. 2003;28:108-16.
23. Surendran S, Karunaratne S, Adams Z, Hemingway J, Hawkes N. Molecular and biochemical characterization of a sand fly population from Sri Lanka: evidence for insecticide resistance due to altered esterases and insensitive acetylcholinesterase. Bull Entomol Res. 2005;95:371-80.
24. Penilla R, Rodríguez A, Hemingway J, Torres J, Arredondo-Jiménez J, Rodríguez M. Resistance management strategies in malaria vector mosquito control. Baseline data for a large-scale field trial against Anopheles albimanus in Mexico. Med Vet Entomol. 1998;12:217-33.
25. Dzul F, Penilla R, Rodríguez A. Susceptibilidad y mecanismos de resistencia a insecticidas en Anopheles albimanus del sur de la Península de Yucatán, México. Salud Pública Mex. 2007;49:302-11.
26. Fonseca I. Estatus de la resistencia a insecticidas de los vectores primarios de malaria y dengue en Antioquia, Chocó, Norte de Santander y Putumayo, Colombia. (Tesis doctoral). Medellín: Instituto de Biología, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Antioquia; 2008.
27. Najera JA, Zaim M. Malaria vector control: Decision making criteria and procedures for judicious use of insecticides. WHO Pesticide Evaluation Scheme (WHOPES). Geneva: World Health Organization; 2002.
2. Insecticide Resistance Action Committee. Prevention and management in vectors and pests of public health importance. 2006. Fecha de consulta: 6 de octubre 6 de 2008. Disponible en: http://www.irac-online.org/documents/vectormanual.pdf
3. Brogdon W, McAllister J. Insecticide resistance and vector control. Synopses. 1998;4:605-13.
4. Hemingway J, Ranson H. Insecticide resistance in insects vectors of human disease. Annu Rev Entomol. 2000;45:371-91.
5. Zayed A, Szumlas D, Hanafi H, Fryauff D, Mostafa A, Allam K, et al. Use of bioassay and microplate assay to detect and measure insecticide resistance in field populations of Culex pipiens from filariasis endemic areas of Egypt. J Am Mosq Control Assoc. 2006;22:473-82.
6. Braga I, Valle D. Aedes aegypti: insecticidas, mecanismos de ação e resistência. Epidemiol Serv Saúde. 2007;16:279-93.
7. Molina de Fernández D, Saume F, Bisset J, Hidalgo O, Anaya W, González J, et al. Establecimiento de la línea de susceptibilidad de la fase adulta de Anopheles Spp. a insecticidas químicos. Bol Malariol Salud Ambient. 1997;37: 55-69.
8. Berti J, Ramírez X, González J, Herrera M. Evaluación de la efectividad de Bacillus sphaericus contra larvas de Anopheles aquasalis Curry (Diptera: Culicidae) en criaderos naturales del estado Sucre, Venezuela. Entomotropica. 2002;17:1-5.
9. Ministerio del Poder Popular para la Salud. Informe técnico para el año 2008 de la Dirección de Endemias Rurales, Carúpano, estado Sucre, Venezuela. Carúpano: Ministerio del Poder Popular para la Salud; 2008.
10. Berti J, Zimmerman R, Amarista J. Adult abundance, biting behavior and parity of Anopheles aquasalis Curry 1932 in two malarious areas of Sucre State, Venezuela. Mem Inst Oswaldo Cruz. 1993;88:363-9.
11. Berti J, Gutiérrez A, Zimmerman R. Relaciones entre tipos de hábitat, algunas variables químicas y la presencia de larvas de Anopheles aquasalis Curry y Anopheles pseudopunctipennis Theobald en un área costera del estado Sucre, Venezuela. Entomotropica. 2004;19:79-84.
12. Brogdon W, McAllister J. Simplification of adult mosquito bioassays through use of time mortality determinations in glass bottles. J Am Mosq Control Assoc. 1998;14:159-64.
13. Figueroa LE, Marín M, Pérez E, Molina de Fernández D. Mecanismos de resistencia a insecticidas organosintéticos en una población de Anopheles aquasalis Curry (Diptera: Culicidae) del estado Aragua. Bol Malariol Salud Ambient. 2006;46:39-47.
14. Brogdon W, Beach R, Stewart J, Castanaza L. Microplate assay analysis of the distribution of organophosphate and carbamate resistance in Guatemalan Anopheles albimanus. Bull World Health Organ. 1988;66:339-46.
15. Brogdon W, Barber M. Microplate assay of Glutathione-s-transferase activity for resistance detection in single-mosquito triturates. Comp Biochem Physiol. 1990;96:339-42.
16. Brogdon W, McAllister J, Valule J. Hemeperoxidase activity measured in single mosquitoes identifies individuals expressing an elevated oxidase for insecticide resistance. J Am Mosq Control Assoc. 1997;13:233-7.
17. Hemingway J. Techniques to detect insecticide resistance mechanisms (field and laboratory manual). Geneva: World Health Organization; 1998.
18. Flores A, Salomón J, Fernández I, Ponce G, Loaiza M, Lozano S, et al. Mechanisms of insecticide resistance in field populations of Aedes aegypti (L) from Quintana Roo, Southern Mexico. J Am Mosq Control Assoc. 2006;22:672-7.
19. Montella I, Martins A, Viana-Medeiros P, Pereira J, Braga I, Valle D. Insecticide resistance mechanisms of brazilian Aedes aegyptipopulations from 2001 to 2004. Am J Trop Med Hyg. 2007;77:467-77.
20. Rodríguez M, Bisset J, Molina D, Díaz C, Soca A. Adaptación de los métodos en placas de microtitulación para la cuantificación de la actividad de esterasas y glutatión-s-transferasa en Aedes aegypti. Rev Cubana Med Trop. 2001;53:32-6.
21. Molina de Fernández D, Figueroa LE, Pérez E. Resistencia múltiple a insecticidas en Anopheles marajoara Galvao & Damasceno, 1942 en zonas agrícolas. Salud & Desarrollo Social. 2007;3:19-29.
22. Chareonviriyaphap T, Rongnoparut P, Chantarumporn P, Bangs M. Biochemical detection of pyrethroid resistance mechanisms in Anopheles minimus in Thailand. J Vector Ecol. 2003;28:108-16.
23. Surendran S, Karunaratne S, Adams Z, Hemingway J, Hawkes N. Molecular and biochemical characterization of a sand fly population from Sri Lanka: evidence for insecticide resistance due to altered esterases and insensitive acetylcholinesterase. Bull Entomol Res. 2005;95:371-80.
24. Penilla R, Rodríguez A, Hemingway J, Torres J, Arredondo-Jiménez J, Rodríguez M. Resistance management strategies in malaria vector mosquito control. Baseline data for a large-scale field trial against Anopheles albimanus in Mexico. Med Vet Entomol. 1998;12:217-33.
25. Dzul F, Penilla R, Rodríguez A. Susceptibilidad y mecanismos de resistencia a insecticidas en Anopheles albimanus del sur de la Península de Yucatán, México. Salud Pública Mex. 2007;49:302-11.
26. Fonseca I. Estatus de la resistencia a insecticidas de los vectores primarios de malaria y dengue en Antioquia, Chocó, Norte de Santander y Putumayo, Colombia. (Tesis doctoral). Medellín: Instituto de Biología, Facultad de Ciencias Exactas y Naturales, Universidad de Antioquia; 2008.
27. Najera JA, Zaim M. Malaria vector control: Decision making criteria and procedures for judicious use of insecticides. WHO Pesticide Evaluation Scheme (WHOPES). Geneva: World Health Organization; 2002.
Cómo citar
1.
Molina D, Figueroa LE. Resistencia metabólica a insecticidas organofosforados en Anopheles aquasalis Curry 1932, municipio Libertador, estado Sucre, Venezuela. biomedica [Internet]. 1 de diciembre de 2009 [citado 19 de agosto de 2022];29(4):604-15. Disponible en: https://revistabiomedica.org/index.php/biomedica/article/view/138
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Publicado
2009-12-01
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Sección
Artículos originales
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